冰菜，学名冰叶日中花(Mesembryanthemum crystallinum Linn.)，是番杏科日中花属(Mesembryanthemum L.)的一年生或二年生草本植物。其茎匍匐、叶肉质，具有较高食用价值(王志和等, 2016)。原产非洲南部，世界各地均有引种栽培，近年来引种中国。冰菜作为新兴蔬菜，具有耐干旱、盐碱，高阳光，怕寒及水涝等特点，最适合生长的温度是5℃~25℃，低于5℃或高于30℃会出现枯萎。研究表明，低温胁迫对蔬菜的产量和品质均有显著影响(钱恒彦等, 2019)。冰菜作为一种新型特菜资源，研究低温胁迫对冰菜生长发育变化的影响具有重要意义。

低温胁迫是作物生长过程中遭受的重要环境胁迫因素之一，其响应属于多因素协同过程，主要体现在细胞膜系统、酶活性、细胞质失水等，会导致细胞代谢失衡，进而细胞衰亡等(刘文盈, 2018)。糖类物质是植物细胞构建和能量消耗重要物质基础，通过与多种激素及生长因子相互作用，具有调节渗透势、增强细胞保水力、保护生物膜及生物大分子等活性(Hincha et al., 2002)，进而调节植物生长、发育和抗逆境等过程(何亚飞等, 2016)。近年来还发现糖类物质还可作为信号分子作用，参与植物低温胁迫调控等生理过程。例如，低温胁迫中，植物体内碳水化合物代谢加强，淀粉、蔗糖、果糖、葡萄糖、果聚糖、海藻糖等可溶性糖含量上升(孙永梅等, 2015)；海藻糖作为信号分子参与植物抗逆反应和生长发育调控(Matthew et al., 2008)；另外在低温胁迫下，糖类物质含量及种类具有物种差异性(沈婕等, 2019; 刁倩楠等, 2019)。因此，开展冰菜低温胁迫下可溶性糖代谢生理和分子机制研究非常必要性。

近年来，在中国冰菜设施栽培越来越广泛，对其低温胁迫条件下转录组水平表达及代谢调控机理研究具有重要意义。通过对冰菜4℃低温胁迫处理，处理时长分别为1 h和36 h，利用Illumina Hi-seq 2500高通量测序技术，研究冰菜低温胁迫响应机制及其可溶性糖代谢相关基因变化。筛选冰菜耐低温基因、分析关键基因表达的机制，不仅阐述冰菜对低温胁迫的响应机制，还有助于挖掘耐低温的冰菜品种资源，为冰菜耐低温育种积累经验。

1结果与分析

1.1数据质量评价与分析

经转录组测序，得到24.13 Gb Clean data，其中T0 Clean data为8.47 Gb，T02 Clean data为7.69 Gb，T03 Clean data为8.00 Gb，Q30均超过92.0% (表1)。测序数据良好，利于相关分析。数据组装结计分析(表2)，转录本序列(Transcipt)装配出153 971条转录本序列，平均长度为1 384.0 bp，N50长2 397 bp；由单基因序列(Unigene)装配出76 907条，平长度为751.4 bp，N50长1 215 bp。

表 1 有效数据评估统计 Table 1 Statistics of clean data

表 2 组装结果统计分析 Table 2 Statistics of assembled results

1.2 Unigene注释

经与COG、GO、KOG、KEGG、Pfam、Swiss-Prot、eggNOG、NR数据库的比对，对Unigene功能注释情况进行统计(表3)，在76907条序列中，其中24 045条Unigene得到注释结果，占比31.26%。其中与COG数据库比对，得到7627条注释，占总注释基因的31.72%；与KOG数据库比对，得到12913条注释，占总注释基因的53.70%；与GO数据库比对，得到13 771条注释，占总注释基因的57.27%；与KEGG数据库比对，得到8 625条注释，占总注释基因的35.87%；与Pfam数据库比对，得到16 296条注释，占总注释基因的67.77%；与Swiss-Prot数据库比对，得到15 787条注释，占总注释基因的65.66%；与eggNOG数据库比对，得到21 585条注释，占总注释基因的89.77%；与NR数据库比对，得到23 510条注释，占总注释基因的89.77%。

表 3 单基因序列注释统计表 Table 3 Unigene functions annotated

1.3 DEGs的筛选比较与注释分析

1.3.1两组DEGs比较

通过DEGs的比较分析，得到冰菜低温胁迫DEGs 1 902个(T0vsT1)和2 134个(T0vsT2)，其中T0vsT1组表达量上调的基因1 317个，下调基因585个；T0vsT2组表达量上调的基因1 184个，下调基因950个(表4)。通过对两组(T0vsT1, T0vsT2) DEGs维恩图分析，低温胁迫1 h非共表达基因1 392个，其中上调表达基因1 048个，下调表达基因344个；低温胁迫36 h非共表达基因1 624个，其中上调表达基因915个，下调表达基因709个；低温胁迫1 h和36 h共表达基因510个，其中上调表达基因为269个，下调表达基因241个。结论是：T1非共表达基因比T2增加163.67%，其中上调表达基因减少12.69%，下调表达基因增加106.10%；T1与T2共表达基因中，上调表达基因数(269个)与下调表达基因数(241个)基本一致(图1)。

表 4 表4差异基因表达情况 Table 4 Expression of differential genes

图 1 DEGs韦恩图 注: 上方和下方数字分别代表上调和下调基因数 Figure 1 Differentially expressed genes Venn diagram Note: The above and below number represented up and down genes respectively

将T0 vs T1和T0 vs T2两组DEGs分别注释到NR等8个数据库，分别得到1 089个和1 512个基因，其中COG数据库分别340个和575个，GO数据库分别625个和897个，KEGG数据库分别317个和501个，KOG数据库分别457个和744个，Pfam数据库分别868个和1 220个，Swiss-Prot数据库分别825个和1176个，eggNOG数据库分别1 021个和1 425个；NR数据库分别1 091个和1 500个(表5)，其中NR数据库注释比最高，均超过99%。

表 5 差异表达基因注释数量统计 Table 5 Statistics of annotated DEGs

1.3.2 GO数据库注释情况

GO数据库由B生物学过程(Biological process)、C细胞组成(Cellular component)和M分子功能(Molecular function)三大类组成。低温胁迫不同处理时间T1、T2冰菜DEGs进行统计，结果显示：两组DEGs分别被归到40和41个功能小类(表6)。生物学过程方面：DEGs主要集中在“代谢过程”、“细胞过程”、“单一生物过程”、“生物调节”、“定位”、“刺激应答”和“细胞成分或生物合成”等6个功能小类占比高。两组DEGs比值差异来看，“繁殖”、“繁殖过程”和“细胞成分和生物合成”等3个过程比值较大，均超过2.0倍。认为：冰菜低温胁迫下，生物学过程中“细胞成分和生物合成”过程具有重要影响。细胞组分过程方面：DEGs主要集中在“膜结构”“膜成分”“细胞”、“细胞成分”、“细胞器”和“细胞器成分”功能小类；两组DEGs比值差异来看：“细胞器成分”和“细胞器”等2个过程比值较高，分别为2.96倍和2.07倍。认为：冰菜低温胁迫下对细胞组分过程“细胞器成分”和“细胞器”功能小类有明显影响。分子功能过程方面：DEGs主要集中在“催化活性”、“结合活性”和“转运活性”功能小类。两组DEGs比值差异来看：“分子功能调节”和“电子载体活性”过程比值达3.00倍和2.00倍，“核酸结合转录因子活性”过程比值为0.5倍。初步认为：低温胁迫对冰菜转录组水平“分子功能调节”、“电子载体活性”、“核酸结合转录因子活性”过程均有重要影响。

表 6 低温胁迫处理差异表达基因GO功能注释比较 Table 6 comparisons of DEGs GO annotation by low temperature stress treatment

1.3.3 KOG功能注释

将T0vsT1和T0vsT2两组DEGs注释到KOG数据库，通过对注释结果直系同源性分析，分别得到20个和24个功能分类，其中R (一般功能预测)，分别得到83和151个注释，占比18.17%和20.29%；T (信号转导机制)分别得到72和77个注释，分别占比15.09%和10.35%；O (翻译后修饰, 蛋白质转换, 伴侣)，分别得到46和94个注释，分别占比10.06%和12.63%；Q (次生代谢产物生物合成, 转运和代谢)得到40和68个注释，分别占比8.75%和9.14%；G (碳水化合物转运与代谢)得到28个和68个注释结果，占比6.13%和9.14%；I (脂质转运与代谢)得到21个和50个注释，占比4.59%和6.72%；K (转录)得到31和38个注释结果，占比6.78%和5.11%。对两组KOG功能注释差值分析，R (一般功能预测)，差值为68个；O (翻译后修饰, 蛋白质转换, 伴侣)，差值为48个；G (碳水化合物转运与代谢)，差值为40个；I (脂质转运与代谢)，差值为29个；Q (次生代谢产物生物合成, 转运和代谢)，C (能源的产生和转化)差值为28个(表7)。

表 7 低温胁迫处理差异表达基因KOG功能注释比较 Table 7 comparisons of DEGs KOG annotation by low temperature stress treatment

1.3.4 KEGG功能注释

将两组DEGs与KEGG数据库比对(表8)，T0vsT1和T0vT2分别有155和272条基因得到注释，分别富集在74条和105条代谢通路，其中T0vsT1组DEGs主要注释到植物信号转导(27个)、淀粉和蔗糖代谢(16个)、植物-病原互作(16个)和苯丙醇类生物合成(12个)等4个代谢通路；T0vT2组DEGs主要注释到苯丙醇类生物合成(24个)、植物信号转导(18个)、谷胱甘肽代谢(13个)、淀粉和蔗糖代谢(12个)、嘌呤代谢(12个)、氨基酸生物合成(12个)、碳代谢(11个)、氨基糖和核苷酸糖代谢(11个)、精氨酸和脯氨酸代谢(10个)、脂肪酸代谢(10个)、类黄酮代谢(9个)等11代谢通路。

表 8 低温胁迫差异表达基因KEGG功能注释比较 Table 8 Comparisons of DEGs KEGG function annotation by low temperature stress treatment

T0vsT1和T0vT2两组DEGs差值分析表明，不同低温胁迫处理的冰菜(T1与T2)，正向影响的代谢途径有：丙酮醇类生物合成、嘌呤代谢、谷胱甘肽代谢、脂肪酸代谢、类黄铜代谢、氨基酸的生物合成等代谢途径；负向影响代谢途径有：植物-病原互作、植物激素信号转导、淀粉和蔗糖代谢等途径。本研究着重选择淀粉和蔗糖代谢通路，寻找代谢差异发生的关键基因，为研究冰菜低温胁迫下淀粉和蔗糖代谢相关机理提供理论基础。

1.4低温胁迫对冰菜淀粉和蔗糖代谢途径影响

对冰菜低温胁迫1 h KEGG中淀粉和蔗糖代谢途径中海藻糖6-磷酸合酶(trehalose-6-phosphate synthase, TPS)、海藻糖-6-磷酸酯酶(trehalose 6-phosphate phosphatase, TPP)、β-淀粉酶(beta-amylase, BAL)、葡萄糖-1-磷酸腺苷酰转移酶、糖原磷酸化酶等共5个关键基因表现为上调表达，且未见下调表达基因。在KEGG代谢通路(Ko0500)中D-葡萄糖(D-Glucose)、UDP-葡萄糖(UDP-Glucose)为催化底物的TPS显著上调表达，促进海藻糖-6-磷酸(Trehalose-6P)产物的积累，同时胞外海藻糖(Trehalose)通过具有对糖起到运输和磷酸化作用糖磷酸转移酶系统基因(phosphotransferase system, PTS)，生成海藻糖-6-磷酸，TPP对两种来源海藻糖-6-磷酸催化生成胞内海藻糖。胞内海藻糖类物质累积，初步认为是冰菜初期低温胁迫响应机制。另外，麦芽糖糊精(Maltodextrin)和淀粉、糖原(Starch, glycogen)均在BAL催化下生成麦芽糖和糊精类物质；淀粉、糖原在糖原磷酸化酶(glycogen phosphorylase, PYG)、葡萄糖-1-磷酸腺苷酰转移酶(Glucose-1-phosphate adenylyltransferase)催化下，生成ADP-葡萄糖。冰菜低温胁迫36h KEGG中淀粉和蔗糖代谢途径中发现TPS、己糖激酶(HK)、BAL等共3个关键基因表现为上调表达，葡萄糖内酯-1,3-β葡萄糖苷酶(Glucan endo-1,3-beta-glucosidase, GLGC)基因表现为下调表达，另外在低温胁迫1 h和36 h时TPS和BAL均表现为基因多拷贝上调表达(表9)。

表 9 低温胁迫下冰菜淀粉与蔗糖代谢途径关键基因差异表达情况 Table 9 Expression of the key genes of starch and sucrose metabolism under low-temperature stress

麦芽糖和糊精类物质随低温胁迫时长增加而进一步在冰菜叶片中累积，明确麦芽糖和糊精类物质对冰菜低温胁迫的正向响应机制。本实验中，冰菜低温胁迫T1与T2表现差异为：随着低温胁迫时间延长，TPS表达上调，TPP相对表达下调，使得海藻糖-6-磷酸大量累积；T1时期，淀粉和糖原通过PYG和GLGC催化生成ADP-葡萄糖较强，T2时期ADP-葡萄糖积累较弱，且恢复至T0水平；另外，T2条件下己糖激酶(hexokinase, HK)出现上调表达，促进D-葡萄糖和D-果糖(D-Fructose)磷酸化为D-葡萄糖-6-磷酸(D-Glucose-6-P)和D-果糖-6-磷酸(D-Fructose-6-P)；葡萄糖内酯-1,3-β葡萄糖苷酶(Glucan endo-1, 3-beta- glucosidase)的下调表达，抑制1,3-β-葡聚糖(1,3-β-Glucan)向D-葡萄糖转化，间接累积1,3-β-葡聚糖。最后，β-葡萄糖苷酶(β-D-Glucosidase)随着低温胁迫时间的延长，部分β-葡萄糖苷酶家族基因表达量表现为先下调，后下调；部分β-葡萄糖苷酶家族基因表现为先正常，后下调或上调，部分β-葡萄糖苷酶家族基因表现为先上调，后正常现象。冰菜不同低温胁迫条件下，β-葡萄糖苷酶引起的响应效应不明确。

1.5冰菜淀粉和蔗糖代谢途径关键差异基因验证分析

将表9中部分DEGs进行荧光实时定量，差异表达基因中TPS (c22439)、TPS (c37455)、TPS (c31293)、TPP (c21588)、HK (c30615)、BAL (c36048)、BAL (c36010)、PYG (c36980)共8个。以冰菜Actin基因(c38220)作为内参，进行qRT-PCR验证。qRT-PCR中DEGs的相对表达量与转录组表达水平相符(图2)，表明其转录组水平分析结果可信，其中BAL (c36010)基因T0与T1，T0与T2表达量差异均达极显著水平，为冰菜淀粉和蔗糖代谢途径响应低温胁迫关键基因克隆提供研究基础。

图 2 差异表达基因荧光实时定量PCR相对表达量 Figure 2 The relative expression levels of DEGS by qRT-PCR

2讨论

低温胁迫条件下，通过叶片中淀粉的水解，增加细胞内可溶性糖含量，被认为是植物响应低温胁迫的重要途径(Benina et al., 2013)。目前，糖代谢在植物低温胁迫中的作用已被广泛关注和证实(Janska et al., 2011)。在淀粉代谢中，β-淀粉酶是植物中参与淀粉水解的关键酶类，在茶树应对低温胁迫中发挥重要作用(岳川, 2015)，本研究冰菜低温胁迫T1与T2与其研究结果相一致；在植物海藻糖代谢中，主要以TPS/TPP途径进行合成，TPS和TPP是调节海藻糖合成过程中的关键酶(丁泽红等, 2019)，其成员多数能够参与到调节植物的抗逆生理过程(Jiang et al., 2014)；当作物在遭受低温时，植物体海藻糖能够迅速合成，以保护机体(王琦等, 2019)。冰菜T1和T2时期海藻糖合成关键基因显著表达，导致海藻糖和海藻糖-6-磷酸迅速合成，对低温条件下冰菜叶片起到良好的保护作用(徐铭等, 2017)。另外，HK启动子上含有低温顺式表达元件，易受到低温诱导引起葡萄糖-6-磷酸和D-果糖-6-磷酸积累(赵锦等, 2015)。通过对冰菜低温胁迫条件下淀粉和蔗糖代谢途径分析DEGs分析，初步阐明：低温胁迫T1初期，海藻糖、麦芽糖、糊精和ADP-葡萄糖类可溶性糖在冰菜叶片中得到累积；低温胁迫T2时期，海藻糖-6-磷酸、麦芽糖、糊精、D-葡萄糖-6-磷酸、D-果糖-6-磷酸、1,3-β-葡聚糖亦进一步在冰菜叶片中累积，与低温解除细叶百合过程中糖类成分积累规律相似(刘芳等, 2016)。经实时qRT-PCR分析，DEGs相对表达量与转录组表达水平相符。

利用高通量转录组测序技术，前期项目组初步对冰菜盐胁迫相关代谢分析和关键基因挖掘(练冬梅等, 2019)，在此基础上，继续开展冰菜低温胁迫条件下，蔗糖与淀粉代谢等过程变化和相关糖类物质的积累规律研究，并初步阐明期分子机理，为下一步研究调控低温胁迫过程的转录因子及其关键功能基因、信号转导途径提供参考。以上盐胁迫、低温逆境冰菜分子机制的研究，有助于冰菜抗逆新品种的改良及培育，并在指导冰菜生产实践上具有重要意义。

3材料与方法

3.1试验材料

试验材料：冰菜；种植地点：福建省农业科学院亚热带农业研究所试验农场；种植和处理时间：2019年12月11日育苗，次年1月10日定植，2月15日放置4 ℃冷库进行低温胁迫处理；补光模式：采用日光灯模拟室外光照(9 h光处理, 13 h暗处理)；处理时间：T0：0 h；T1：1 h；T2：36 h。样品采集：每盆为1重复，设置三重复；分别在0、1和36 h对冰菜嫩茎叶进行取样，将样品用液氮进行速冻，后放置置在-80 ℃冰箱备用。

3.2试验方法

提取冰菜嫩茎叶总RNA，RNA样品经纯度、浓度和完整性检测等，构建cDNA分子文库，再对文库的质量进行检测。合格后使用Illumina Hiseq 2500高通量测序平台对cDNA文库进行测序，产出大量高质量Raw Data，过滤，得到高质量Clean Data。利用Trinity软件对高质量的Clean Data进行序列组装。本试验采用3个冰菜测序样品合并组装方式进行组装。将冰菜转录组测序Clean Data与组装好的Transcript或Unigene库进行比对(表3)。Mapped Reads用于后续的分析。将测序得到的片段与Unigene库进行比对，利用FPKM值(Fragments per kilobase of transcript per million mapped reads)表示对应Unigene的表达丰度。使用EBSeq进行差异表达分析。

对冰菜低温条件(4 ℃)处理，分别得到T0与T1、T0与T2两组差异表达基因，根据样品之间表达水平的相对大小，将DEGs可分为上调基因和下调基因。然后对两组(T0 vs T1; T0 vs T2)数据DEGs进行维恩图分析。将Unigene与NR等8大数据库比对，并在KEGG中得到KEGG Orthology注释结果。系统分析基因产物代谢途径及功能，并将对应DEGs比对到KEGG数据库中，分析DEGs相关代谢途径。

3.3低温胁迫对冰菜淀粉和蔗糖代谢途径影响

对低温胁迫条件下冰菜淀粉和蔗糖代谢途径DEGs (关键酶基因)进行转录组数据库检索，分析淀粉和蔗糖代谢途径关键基因表达情况，研究不同低温胁迫时长对淀粉和蔗糖代谢相关中间产物影响。

3.4冰菜淀粉和蔗糖代谢途径关键差异基因验证

取1 μg冰菜叶片总RNA，利用反转录试剂盒反转录成cDNA；设计引物、合成以下各引物序列(5’-3’) (表10)，使用RT-PCR分别检测T0、T1、T2处理冰菜淀粉和蔗糖代谢途径关键差异表达基因；目标基因(含1个内参基因)在待测样品中的Ct值，计算其相对表达量。

表 10 实时荧光定量PCR引物 Table 10 Primers for Quantitative Real-time PCR

作者贡献

赖正锋是本研究的实验设计和实验研究的执行人；姚运法完成数据分析，论文初稿的写作；练冬梅和林碧珍参与实验设计，试验结果分析；洪建基是项目的构思者及负责人，指导实验设计，数据分析，论文写作与修改。全体作者都阅读并同意最终的文本。

致谢

本研究由福建省公益类项目(2019R1030-2)和福建省公益类项目(2018R1024-2)共同资助。

参考文献

Benina M., Obata T., Mehterov N., Ivanov I., Petrov V., Toneva V., Fernie A.R., and Gechev T.S., 2013, Comparative metabolic profiling of Haberlea rhodopensis, Thellungiella halophyla, and Arabidopsis thaliana exposed to low temperature, Frontiers In Plant Science, 4(499): 1-11

Diao Q.N., Tian S.B., Chen Y.Y., Xiong H.N., and Zhang Y.P., 2019, Response of endogenous nitric oxide and sucrose metabolizing to chilling stress in melon seedlings, Xibei Zhiwu Xuebao (Acta Botanica Boreali-Occidentalia Sinica), 39(3): 498-505 (刁倩楠, 田守波, 陈幼源, 熊浩楠, 张永平, 2019, 甜瓜幼苗叶片内源一氧化氮和蔗糖代谢对低温胁迫的响应, 西北植物学报, 39(3): 498-505)

Ding Z.H., Wu C.L., Yan.Y., Fu L.L., and Hu.W., 2019, Cloning and expression analysis of trehalose-6-phosphate phosphatase gene MeTPP6 in cassava, Jiangsu Nongye Kexue (Jiangsu Agricultural Sciences), 47(6): 31-35(丁泽红, 吴春来, 颜彦, 付莉莉, 胡伟, 2019, 木薯海藻糖-6-磷酸酯酶MeTPP6基因克隆及其表达分析, 江苏农业科学, 47(6): 31-35)

He Y.F., Li X., and Xie Y.F., 2016, Research progress in sugar signal and its regulation of stress in plants, Zhiwu Shengli Xuebao (Plant Physiology Communications), 52(3): 241-249 (何亚飞, 李霞, 谢寅峰, 2016, 植物中糖信号及其对逆境调控的研究进展, 植物生理学报, 52(3): 241-249)

Janska A., Aprile A., Zamecnik J., Cattivelli L., and Ovesna J., 2011, Transcriptional responses of winter barley to cold indicate nucleosome remodelling as a specific feature of crown tissues, Funct. Integr. Genom., 11(2): 307-325

Jiang T., Zhai H., Wang F.B., Zhou H.N., Si Z.Z., He S.Z., and Liu Q.C., 2014, Cloning and characterization of a salt tolerance-associated gene encoding trehalose-6-phosphate synthase in sweet potato, Journal of Integrative Agriculture, 13(8): 1651-1661

Lian D.M., Lai Z.F., Yao Y.Y., Lin B.Z., and Hong J.J., 2019, Transcriptome analysis of Mesembryanthemum crystallinum under salt stress, Redai Yaredai Zhiwu Xuebao (Journal of Tropical and Subtropical Botany), 27(3): 279-284 (练冬梅, 赖正锋, 姚运法, 林碧珍, 洪建基, 2019, 冰菜盐胁迫下的转录组分析, 热带亚热带植物学报, 27(3): 279-284)

Liu F., Chen Y.W., Li D.D., Lian H., Wu X., Yang J., Li Y.Q., Xie S.F., and Chen X.W., 2016, Changes in carbohydrate status and related enzymes of Lilium pumilum bulbs during breaking dormancy under refrigerated conditions, Caoye Xuebao (Acta Prataculturae Sinica), 25(5): 60-68 (刘芳, 陈业雯, 李丹丹, 廉华, 吴瑕, 杨瑾, 李雨琦, 谢守峰, 陈学武, 2016, 细叶百合低温解除休眠过程中鳞茎内糖分及相关酶的研究, 草业学报, 25(5): 60-68)

Liu W.Y., 2018, The effects of low temperature stress on the callus of Lycium ruthenicum Murr., Jiyinzuxue yu Yingyong Shengwuxue (Genomics and Applied Biology), 37(1): 408-412 (刘文盈, 低温胁迫对黑果枸杞愈伤组织的影响, 基因组学与应用生物学, 37(1): 408-412)

Matthew J.P., Lucia F.P., Deveraj J., and Zhang Y.H., 2008, Trehalose metabolism and signaling, Annual Review of Plant Biology, 59(1): 417-441

Qian H.Y., Pan B.G., Diao W.P., Yi W., Guo G. J., Liu J. B., Chen X. H., and Wang S. B., 2019, Research progress on low temperature resistance of vegetable crops in China, Zhongguo Shucai (China Vegetables), 1(6): 29-34 (钱恒彦, 潘宝贵, 刁卫平, 戈伟, 郭广君, 刘金兵, 陈学好, 王述彬, 2019, 我国蔬菜作物耐低温性研究进展, 中国蔬菜, 1(6): 29-34)

Shen J., Li S.X., and Peng M., 2019, Analysis and identification of differentially expressed proteins in response to low temperature stress in cassava, Fengzi Zhiwu Yuzhong (Molecular Plant Breeding), 17(4): 1121-1129 (沈婕, 李淑霞, 彭明, 2019, 木薯响应低温胁迫差异蛋白质的功能分析及鉴定, 分子植物育种, 17(4): 1121-1129)

Sun Y.M., Liu L.J., Feng M.F., Wang J.H., Cang J., Li S., Bao Y.Z, and Wang X.T., 2015, Research progress of sugar metabolism of plants under cold stress, Dongbei Nongye Daxue Xuebao (Journal of Northeast Agricultural University), 46(7): 95-102 (孙永梅, 刘丽杰, 冯明芳, 王军虹, 苍晶, 李速, 包雨卓, 王秀田, 2015, 植物在低温胁迫下的糖代谢研究进展, 东北农业大学学报, 46(7): 95-102)

Wang Q., Liu T.R., Liu N., Xiong F., Zhang Y.M., and Dong L.L., Colning and expression analysis of trehalose-6-phosphate synthase gene PhTPS6 from Petunia hybrida, Xibei Nongye Xuebao (Acta Agriculturae Boreali-occidentalis Sinica), 28(2): 273-278 (王琦, 刘同瑞, 刘娜, 熊枫, 张水明, 董丽丽, 矮牵牛海藻糖-6-磷酸合酶基因PhTPS6的克隆与表达分析, 西北农业学报, 28(2): 273-278)

Wang Z.H., and Yu Y.L., 2016, The high-yield cultivation technique of African Mesembr yanthemum crystallinum L., Nongye Kexue Yu Jishu (Agricultural Science & Technology), 17(12):2769-2770 (王志和, 于丽艳, 2016, 非洲冰菜高效栽培技术, 农业科学与技术, 17(12): 2769-2770)

Xu M., Nie X.Y., Chen H., and Lin J., 2017, Transcriptome analysis of low-temperature-induced proteins in late-stage anther of Arabidopsis thaliana, Jiyinzuxue yu Yingyong Shengwuxue (Genomics and Applied Biology), 36(7): 2954-2964 (徐铭, 聂昕怡, 陈虎, 林娟, 2017, 低温诱导蛋白在拟南芥花药晚期的转录组分析, 基因组学与应用生物学.36(7): 2954-2964)

Yue C., 2015, Cloning and expression analysis of sugar-related genes during cold acclimation in tea plant, Dissertation for Ph.D，Zhongguo Nongye Kexueyuan (Chinese Academy of Agricultural Sciences), Supervisor: Yang Y.J., pp.111-112 (岳川, 2015, 茶树糖类相关基因的挖掘及其在茶树冷驯化中的表达研究, 博士学位论文，中国农业科学院, 导师: 杨亚军, pp.111-112)

Zhao J., Sun M.H., Hu D.G., and Hao Y.J., 2015, Molecular cloning and expression analysis of a hexokinase gene MdHXK1 in apple, Yuanyi Xuebao (Acta Horticulturae Sinica), 42(8): 1437-1447 (赵锦, 孙美红, 胡大刚, 郝玉金, 2015, 苹果己糖激酶基因MdHXK1的克隆与表达分析, 园艺学报, 42(8): 1437-1447)